Ti LEGOⓇ (Technic)!

Gli scienziati, si sa, hanno bisogno di un sacco di strumenti costosi e macchinari complessi per i loro esperimenti, il tutto in laboratori futuristici con fumo che esce da ogni dove… 

… O almeno questo è quello che abbiamo imparato guardando il Laboratorio di Dexter, CSI, e tutte le nostre serie preferite! 

Ma se invece la scienza fosse molto più semplice?

E se bambini dagli 8 anni in su potessero costruire veri macchinari scientifici e, restando a casa, potessero diventare non semplici scienziati, ma addirittura meccanobiologi??

Le cellule sono in grado di leggere le caratteristiche fisiche dell’ambiente che le circonda ed i meccanobiologi studiano proprio questo. 

I meccanobiologi cercano di cambiare caratteristiche fisiche dell’ambiente delle cellule per riprodurre in laboratorio quello che succede agli organi ed ai tessuti del nostro corpo. Per esempio, ogni volta che un nostro muscolo si contrae (quando facciamo sport, o anche semplicemente ad ogni battito del cuore), le cellule del muscolo e le cellule circostanti sono stiracchiate.

Per stirare le cellule occorrono macchine super-costose (50mila €!!!) e super-complesse. 

Gli ScienziatiMatti di oggi si sono detti che potevano inventare qualcosa di più economico e semplice ed hanno costruito una macchina capace di stirare le cellule usando solo mattoncini LEGOⓇ technic

La costruzione è molto semplice: si tratta di un braccio motorizzato collegato ad una superficie fatta con una sostanza simile al silicone, dove si possono mettere a crescere le cellule. Il tutto al modico prezzo di circa 200 €, con un risparmio di 49.800 €!!!

Macchina LEGOⓇ allunga-cellule! Notare l’operatore sul motore 😉
(Da Boulter et al. 2020).

Ma funziona davvero??

Per testare la loro invenzione, gli ScienziatiMatti hanno verificato che le cellule allungate col metodo LEGOⓇ si comportassero come le cellule allungate con macchinari più costosi:

1 – Non appena si provano a stirare le cellule, la proteina YAP, molto famosa tra i meccanobiologi, entra dentro il nucleo delle cellule.

Gli ScienziatiMatti hanno colorato YAP nelle cellule e si vede bene che le cellule allungate hanno i nuclei più intensamente colorati del controllo. La linea bianca è lunga 50 µm (da Boulter et al. 2020).

2 – Quando le cellule si allungano, una proteina chiamata RhoA si attiva. Per misurare questo fenomeno non basta usare il microscopio, ma bisogna prendere molte cellule, aprirle, e misurare quanta proteina attiva hanno al loro interno. La macchina LEGO, a differenza delle altre macchine, ci permette di allungare abbastanza cellule per fare anche questo test!

Gli ScienziatiMatti hanno stirato molte cellule, poi le hanno aperte e con una tecnica chiamata western-blot hanno misurato la quantità di RhoA attiva rispetto alla quantità di RhoA totale. Più proteina c’è e più si ottengono bande scure (immagine in alto). La banda di RhoA attivo dopo 5 minuti di stiramento è più scura della banda ottenuta da cellule non stirate (0 minuti) e lo possiamo vedere bene nel grafico sotto l’immagine. Ogni puntino rosso rappresenta un esperimento. Il numero scritto sopra il grafico è il p value. Più il p value è basso, più sicuri siamo che la differenza tra i dati sia significativa (da Boulter et al. 2020).

3 – Dopo qualche ora di stretching, le cellule si riorientano nella direzione in cui vengono stirate.

A differenza delle immagini precedenti, qui i ricercatori hanno lasciato le cellule “in allungamento” per 6 ore. Le cellule si sono così riposizionate nel senso dell’allungamento da Boulter et al. 2020).

4 – Infine, non ci sono solo cellule nel corpo, ma anche matrice extracellulare, cioè tutte quelle fibre che tengono letteralmente insieme i nostri organi. Tante sostanze si possono legare a queste fibre per essere rilasciate nel momento in cui le fibre vengono stirate. Una di queste sostanze si chiama TGFβ ed i ricercatori hanno visto che stirando un pezzo di matrice extracellulare con i loro giocattoli LEGOⓇ potevano liberare il TGFβ intrappolato tra le fibre!

Il Tgfβ intrappolato nelle fibre di matrice extracellulare (a sinistra) viene liberato quando le fibre si stirano (a destra). I ricercatori adesso non devono fare altro che buttare un po’ di acqua o simili sulle fibre per recuperare il Tgfβ libero. Nel grafico a destra vediamo il risultato di 6 esperimenti, ognino rappresentato da un puntino grigio. il p value è molto basso, segno che l’effetto osservato è statisticamente valido (da Boulter et al 2020).

Gli ScienziatiMatti di oggi ci dimostrano ancora una volta che il gioco e la fantasia sono la base della buona scienza.

Usiamo questi giorni di isolamento per scoprire il valore del gioco, così quando torneremo a rimirar le stelle saremo tutti un po’ più scienziati!


Qui il link alla ricerca originale: https://doi.org/10.1242/jcs.234666

Oh no! L’articolo è a pagamento! Ricordiamo che siamo contrarissimi all’uso di sci-hub per leggere liberamente le ricerche 🙂 

Qui la lista dei pezzi LEGO da comprare per chi volesse cimentarsi nell’impresa: http://jcs.biologists.org/lookup/doi/10.1242/jcs.234666.supplemental

L’Apparato di Golgi, controllore delle cellule

Una delle funzioni essenziali di tutte le cellule è la produzione di proteine. Le proteine “primitive” costruite nel reticolo endoplasmatico vengono inviate ad un organello molto particolare specializzato nell’assemblaggio finale e nella distribuzione, l’Apparato di Golgi

Il Golgi è fatto da tanti palloncini (cisterne) messi uno sull’altro. Le proteine entrano nelle prime cisterne, dette cis-Golgi, e poi, mano a mano che vengono modificate e perfezionate, avanzano verso l’altra estremità dell’organello, il trans-Golgi, che si occuperà di smistarle verso le loro destinazioni finali. 

(A) Nello schema vediamo il Golgi in arancione che da un lato riceve le proteine dal reticolo endoplasmatico (Rough ER), e dall’altro le invia verso la membrana plasmatica, il confine esterno della cellula. (B) A destra dello schema vediamo un Golgi fotografato con un microscopio elettronico, uno strumento che permette di vedere cose piccolissime. (C) Qui vediamo due cellule, una con un Golgi normale, piccolo e compatto (a sinistra), e l’altra con un Golgi frammentato (a destra). Un modo che i ricercatori usano per capire se i Golgi sono frammentati è misurare quanto spazio occupano: un Golgi frammentato occupa più spazio.

Nonostante sia stato scoperto più di 100 anni fa, questo organello racchiude ancora molti misteri. Per esempio, in genere ha una forma molto compatta, al centro della cellula, ma nelle cellule dei tumori è spesso frammentato in tanti pezzettini sparsi dappertutto. Coincidenza?

Gli Scienziatimatti di oggi hanno osservato che cellule esposte a diversi tipi di stress avevano tutte dei Golgi frammentati. Concordi con Trenitalia nel non credere alle coincidenze, si sono chiesti se la frammentazione del Golgi potesse essere causata dallo stress. 

L’organello è tenuto insieme da proteine “impalcatura”, come per esempio GM130 (sulla quale l’autore del blog ha speso un dottorato!). È lecito pensare che disturbando le proteine-impalcatura, si possa danneggiare la struttura dell’organello. Ed effettivamente i ricercatori hanno visto che interferendo con i sistemi di raccolta rifiuti delle cellule potevano far variare la quantità di GM130 e frammentare i Golgi.

Esistono due diverse compagnie di netturbini nelle nostre cellule: l’autofagia (ne abbiamo parlato qui), ed il proteasoma. In questo caso, è il proteasoma, una sorta di aspirapolvere in miniatura, che ingerisce GM130 e lo smonta, restituendo alla cellula i mattoncini (gli amminoacidi) di cui era fatto. 

Gli Scienziatimatti hanno usato dei farmaci che impediscono alle proteine di uscire dal Golgi, causando quindi uno stress, ed hanno visto che i livelli di GM130 diminuivano ed i Golgi si frammentavano. Prova finale schiacciante: bloccando il proteasoma, i livelli di GM130 e la forma del Golgi non cambiavano più!

(A) In verde vediamo il Golgi ed in blu i nuclei delle cellule. Nel controllo (prima imagine a sinistra), i Golgi sono tutti piccolo e compatti, mentre dopo qualche ora di trattamento con farmaci diversi che causano Golgi-stress vediamo che i Golgi si frammentano. La linea bianca è lunga 50 µm. (B) Una tecnica chiamata western-blot ci permette di vedere quanta proteina c’è dentro le cellule. Le protein sono le bande nere che vediamo. Più la banda è nera, più proteina c’è. Vediamo che quando si usa un farmaco per causare Golgi-stress, i livelli di GM130 scendono, ma se allo stesso tempo blocchiamo il proteasoma, allora GM130 non cambia. GAPDH è una proteina i cui livelli non variano e che si può usare quindi per verificare che in ogni condizione analizzata siamo partiti dallo stesso numero di cellule e dalla stessa quantità di proteine. (C) Delle cellule che hanno una proteina del Golgi fluorescente (che può quindi essere osservata al microscopio) sono state trattate con un farmaco che causa Golgi-stress (LCG, la prima riga) ed altre sono state trattate con una sostanza di controllo, un placebo (EtOH, la linea sotto). Il farmaco ed il placebo poi sono stati tolti (washout) e si è visto che nelle cellule trattate col farmaco, dove il Golgi si era frammentato, l’organello tornava ad essere compatto (da Eisenberg-Lerner et al. 2020).

Ok, ma perché questa complicata risposta allo stress? 

Se una cellula è sotto stress, significa che c’è qualcosa che non va. Quindi, prima che il problema si espanda a tutto l’organismo, meglio che questa cellula prenda provvedimenti.

Gli scienziati hanno visto che se la causa del Golgi-stress scompariva, il Golgi tornava alla sua forma normale e la cellula riprendeva a funzionare normalmente. Ma se il Golgi-stress persisteva, allora la cellula commetteva harakiri! Questo è uno dei primi sistemi reversibili che scopriamo!

Molti tumori producono un sacco di proteine in più rispetto alle cellule sane. I loro Golgi sono probabilmente già affaticati per il troppo lavoro e potrebbero quindi essere più suscettibili al Golgi-stress.

I ricercatori hanno preso allora cellule di mieloma multiplo, un tumore del sangue, e le hanno trattate con farmaci che inducono Golgi-stress. Si è così attivato un meccanismo che ha ucciso le cellule tumorali senza danneggiare le cellule normali! E somministrando questi farmaci a dei topi malati di mieloma multiplo, molti sintomi della malattia come per esempio la milza ingrossata, diminuivano drasticamente!

(A) I ricercatori hanno misurato l’area del Golgi di tantissime cellule di myeloma multiplo (cellule 5TGM1). Ogni puntino sul grafico corrisponde ad una cellula! Vediamo che le cellule che hanno ricevuto il farmaco che causa Golgi-stress (LCG) hanno Golgi mediamente più grandi (la nuvola di punti è spostata più in alto). (B) Con una tecnica chiamata FACS (Fluorescence Activated Cell Sorting), i ricercatori hanno preso tutte le cellule del midollo osseo di topi malati di mieloma multiplo. Ogni puntino colorato sul grafico corrisponde ad una cellula. Le cellule che hanno una proteina chiamata CD138 sono quelle in alto nei grafici e sono le cellule di mieloma. Le cellule che hanno invece CD19 sono a destra nei grafici e sono cellule sane (linfociti B). Vediamo che i topi trattati con il farmaco Monensin, che causa Golgi-stress, hanno meno cellule nel quadrato in alto. (C) La milza dei malati di mieloma multiplo si ingrossa molto, ma nei topi che hanno ricevuto il farmaco Monensin la milza è più piccolo, segno che la malattia è regredita! (Da Eisenberg-Lerner et al. 2020).

Un applauso agli Scienziatimatti e al loro acutissimo spirito d’osservazione!


Qui il link alla ricerca originale: 10.1038/s41467-019-14038-9

Solide fondamenta!

Quello appena passato è stato un decennio ricco di ricerche fantastiche! Noi di Scienziatimatti, dopo accurate riflessioni, abbiamo deciso che le aree di ricerca che più ci hanno entusiasmato negli anni ‘10 sono:


Inauguriamo il 2020 parlando dell’incontro tra fisica e biologia, la meccanobiologia, e cominciamo l’articolo con un QUIZ:

Quale tra queste due case ci sembra più solida e sicura?

La risposta può sembrarci scontata, ma se ci mettiamo nei panni di una cellula, forse la scelta diventa più difficile: una cellula non ha occhi per analizzare la situazione, quindi non vede tutto ciò che noi vediamo. La cellula può però andare ad esplorare i luoghi in cui sono costruite le due case ed utilizzare tutte le sue antenne (i recettori) per carpire il maggior numero possibile di informazioni. 

Gli Scienziatimatti di oggi studiano da anni le antenne che permettono alle cellule di capire se un terreno è rigido e solido o se è molle e sabbioso

Un tipo di recettore utilizzato per tale compito si chiama “contractile unit” (CU) ed è una struttura composta da tante proteine, non ancora tutte conosciute, assemblate insieme e collegate allo scheletro della cellula (il citoscheletro). 

Usando le CU, le cellule analizzano il terreno su cui camminano e, se il terreno è abbastanza solido, allora si riproducono (proliferano) e fanno crescere il nostro corpo. Se invece il terreno è troppo molle, le cellule capiscono che proliferare sarebbe dannoso per il corpo perché ad un certo punto tutto sprofonderebbe. Allora attivano un programma di autodistruzione chiamato anoikis (dal greco: essere senza casa).

In questo modo, solo le cellule che hanno trovato fondamenta solide contribuiscono alla nostra crescita e tutto procede per il meglio.

Gli Scienziatimatti si sono detti: ehi, ma un tumore è un ammasso di cellule che cresce senza controllo in posti in cui non le cellule non dovrebbero proliferare. Possibile che le cellule dei tumori non sappiano distinguere tra terreni solidi e molli?

Hanno preso così cellule di vari tipi di tumori e le hanno fatte crescere in laboratorio su superfici soffici o rigide, confrontandole con cellule sane. Su terreni soffici le cellule sane morivano, mentre le cellule tumorali sopravvivevano e crescevano allegramente. 

Varie cellule sono state messe su un terreno sofficissimo per vedere se crescevano o no. Le macchie scure che vediamo sono ammassi di cellule. Non c’è traccia delle cellule sane, mentre le cellule tumorali, non importa il tipo di tumore da cui sono state prese, sopravvivono tranquillamente. Le linee bianche sono lunghe 400 µm. (Da Yang et al. 2019).

I ricercatori hanno visto che a tutte le cellule tumorali analizzate mancava almeno un componente fondamentale delle CU. Reinserendo il componente mancante di ogni linea cellulare, le cellule tumorali riacquistavano la capacità di distinguere tra soffice e rigido!

Per scoprire quali proteine si celavano all’interno delle cellule, gli scienziati hanno usato una tecnica chiamata Western Blot (immagine di sinistra) che permette di separare le proteine in base al loro peso (misurato in kilo Dalton, kDa, i numeri che vediamo a sinistra). Le bande scure che vediamo sull’imagine ci dicono quanta proteina c’è dentro le cellule: più la banda è scura, più proteina c’è.
Le cellule Cos7 per esempio non hanno Myosin IIA. I ricercatori hanno reinserito Myosin IIA nelle cellule Cos7 e le hanno messe su terreni molli. Sorpresa: le cellule tumorali «corrette» morivano come le cellule sane (immagine in alto a destra)!
Le MDA-MB-231 invece non avevano la proteina Tpm e reinserire questa proteina è stato sufficiente per far morire le cellule su terreni molli (immagine in basso a destra). Le bande bianche sono lunghe 400 µm. (Da Yang et al. 2019).

E se ripristinando la capacità di distinguere tra soffice e rigido riuscissimo ad uccidere un tumore? 

Gli Scienziatimatti hanno preso le cellule tumorali in cui era stato corretto il difetto e le hanno impiantate in un modello molto semplice di organismo: un uovo.

Mentre le cellule tumorali crescevano e davano vita ad un tumore enorme, le cellule tumorali modificate non riuscivano ad attecchire e dopo pochi giorni morivano!

I ricercatori hanno aperto con attenzione un uovo di gallina (terreno molle!) e ci hanno iniettato le cellule tumorali o le cellule tumorali “corrette”. Dopo alcuni giorni per lasciare il tempo alle cellule di crescere, i ricercatori hanno guardato al microscopio se le cellule che avevano iniettato erano cresciute o no. Le cellule tumorali “corrette” non erano cresciute!! (Da Yang et al. 2019).

Adesso bisognerà riprodurre queste osservazioni nell’uomo e non sarà semplice, ma queste buone fondamenta sono un bel punto di partenza!


Qui il link alla ricerca originale: https://doi.org/10.1038/s41563-019-0507-0

Oh no! L’articolo è a pagamento! Ricordiamo ai nostri lettori di non usare sci-hub per accedere all’articolo! Molto meglio pagare di nuovo per leggere un lavoro che è stato portato avanti grazie anche ai soldi delle nostre tasse 😉

Non tutto il grasso vien per nuocere

Si avvicina il Natale e presto saremo tutti intorno a tavolate piene di prelibatezze provenienti da ogni dove. Ogni tanto affiorerà il pensiero di quanto grasso stiamo accumulando.. Ma per queste feste vogliamo fare in modo che nessuno si senta in colpa, neanche gli adipociti, le nostre cellule di grasso, ed in questo ci aiuteranno gli Scienziatimatti di oggi!

La Drosophila melanogaster, il moscerino della frutta, è un organismo modello usato spesso in biologia perché molto facile da modificare geneticamente e molto veloce nel riprodursi.

I ricercatori, armati di un laser in stile Jedi, hanno creato dei taglietti su degli embrioni di Drosophila per studiare come si rimarginano le ferite. Stranamente, delle cellule giganti si avvicinavano alle ferite. Queste erano le cellule del grasso, che nella Drosophila si chiamano FBCs (Fat Body Cells) e sono l’equivalente dei nostri adipociti.

Le cellule di grasso (in verde) si muovono verso la ferita piena di scarti di cellule epiteliali (arancioni nel modello, rosse nelle immagini di microscopio). Il tempo in minuti ci dice quanto è passato da quando è stata fatta la ferita. In alto vediamo un modello; al centro delle immagini prese al microscopio (linea bianca di 20 µm). Più in basso vediamo il video delle cellule di grasso che si muovono verso la ferita, messa in evidenza da un cerchio tratteggiato che appare all’inizio del video (da Franz et al. 2018).

Non si era mai vista una cellula del grasso muoversi prima d’ora! Tra l’altro, in genere le cellule si muovono camminando su una superficie o aggrappandosi a qualcosa, ma qui le FBC erano sospese in un liquido. Meravigliosamente, i ricercatori hanno visto che le FBC sanno nuotare e si muovono per contrazioni successive, come fanno le meduse.

Cellula di grasso (FBC) che si muove per raggiungere la ferita (il cerchio tratteggiato all’inizio del video). Qui vediamo l’actina, il citoscheletro della cellula che si contrae in maniera organizzata (simile ad un’onda) per far muovere la cellula. A sinistra vediamo tutta la cellula, mentre a destra vediamo solo una sezione centrale (da Franz et al. 2018).

Ma perché le cellule di grasso dovrebbero andare verso una ferita? 

Viste le dimensioni enormi delle FBC, gli Scienziatimatti hanno ipotizzato che potessero svolgere una funzione di tappo per impedire a batteri e altri patogeni di entrare nel corpo dalla ferita aperta. In effetti, una volta arrivate sul luogo del delitto, le FBC cominciavano a legarsi alle cellule sui bordi della ferita e a sigillare l’area.

Gli embrioni di Drosophila sono stati osservati al microscopio elettronico che permette di osservare dettagli estremamente piccoli. Così è stato possibile vedere che effettivamente le cellule di grasso sigillano l’area della ferita: osserviamo il quadratino in basso a destra nell’immagine grande: tra la cellula epiteliale (verde) e la cellula del grasso (blu) non resta neanche uno spiraglio! La barra bianca nell’immagine di sinistra è di 20 µm, mentre le barre nere dell’immagine a destra sono di 500 nm (da Franz et al. 2018).

Affinché un taglio si rimargini bene, è necessario pulire a fondo la zona ed a questo ci pensano i macrofagi, le cellule spazzine. Le enormi FBC possono spazzare tutto lo sporco verso i macrofagi per velocizzare il processo. Per di più, in Drosophile modificate geneticamente per non avere macrofagi, le FBC mangiavano loro stesse lo sporco al posto delle cellule spazzine!
Per finire, gli adipociti dei mammiferi possono produrre sostanze antimicrobiche, ed i nostri Scienziatimatti si sono chiesti se le FBC potessero fare altrettanto. Allora, dopo aver tagliato gli embrioni dei moscerini, hanno aggiunto dei batteri, degli Escherichia coli, per monitorare la risposta delle FBC, scoprendo così che anche le FBC possono produrre sostanze capaci di uccidere i batteri.

Ricapitolando, le cellule di grasso di Drosophila possono:

  • Nuotare verso una ferita appena fatta
  • Sigillare l’area per impedire l’accesso a corpuscoli e batteri
  • Facilitare la pulizia dell’area
  • Disinfettare la zona

Negli ultimi anni avevamo scoperto che il tessuto adiposo produce ormoni con effetti sul metabolismo ed è in grado di influenzare il decorso di una infiammazione. Purtroppo, quando c’è troppo tessuto adiposo queste funzioni sono accentuate e rischiamo infiammazioni croniche e diabete. 

Il segreto per beneficiare dei tanti lati positivi del grasso sta nel non esagerare: l’adipe serve nelle giuste quantità! 

Quindi, durante le feste rilassiamoci e pensiamo ai nostri Scienziatimatti, che ci hanno mostrato il ruolo chiave del grasso nella riparazione delle ferite. Possibile che anche le nostre cellule adipose si comportino come quelle di Drosophila e si muovano verso le ferite? Ci aspettano tante belle ricerche per scoprirlo!

Buon appetito e buone feste dagli Scienziatimatti!


Qui il link alla ricerca originale: https://doi.org/10.1016/j.devcel.2018.01.026

Intestino microbiota

Lotte tra titani: Batteri contro Virus

La scoperta di oggi parla di batteri e virus, due entità microscopiche che possiamo trovare quasi ovunque intorno a noi. I batteri protagonisti di questa storia vivono in simbiosi con noi nel nostro intestino, dove formano il cosiddetto microbiota, un insieme di microrganismi che trovano riparo e protezione nel nostro corpo ed in cambio ci aiuta a digerire il cibo. 

I virus sono ancora più piccoli dei batteri e rappresentano il confine tra il mondo vivente e quello inanimato. Sono scatole con dentro materiale genetico (DNA o RNA) e nient’altro. E proprio perché non contengono nient’altro, non possono riprodursi, caratteristica fondamentale della vita. I virus non sono però nemmeno oggetti inanimati, in quanto vanno a caccia: appena trovano una cellula, le iniettano il loro materiale genetico, infettandola.

I virus sono incredibilmente difficili da curare. Se contro i batteri abbiamo gli antibiotici (inutili contro i virus), di farmaci antivirali per ora ne esistono pochissimi. Abbiamo i vaccini che insegnano al nostro sistema immunitario come combattere questi mini-predatori, ma per molti virus non si riesce a sviluppare un vaccino

Conosciamo tutti il terribile HIV, il virus dell’immunodeficienza umana, causa dell’AIDS. L’HIV non sopravvive fuori dal corpo e viene ucciso quasi istantaneamente al contatto con l’aria. I virus resistenti all’ambiente hanno nomi che incutono meno paura dell’HIV. Stiamo parlando di Adenovirus, Rhinovirus, e Rotavirus, per esempio. Questi virus causano problemi comuni come congiuntivite, raffreddore, e diarrea.

Ok, la diarrea è fastidiosa, ma non è certo così preoccupante come l’HIV, no? Beh, non proprio, … ma specialmente nei paesi in via di sviluppo, la diarrea da Rotavirus causa fino a 1 milione di morti all’anno nei bambini al di sotto dei 5 anni. Il problema non è quindi da sottovalutare!

Gli Scienziatimatti di oggi, studiando le infezioni da rotavirus, hanno scoperto per caso un gruppo di topi che per qualche strana ragione era resistente alle infezioni da rotavirus. 

Topi normali (linea nera) o topi resistenti (linea rossa) sono stati infettati con Rotavirus. Quando ci si ammala, le nostre feci contengono un sacco di Rotavirus, quindi le feci dei topi sono state analizzate per capire se I topi erano malati o no. Solo I topi normali si sono ammalati. Ma I topi normali che condividevano la gabbia coi topi resistenti (e che quindi erano a contatto con le feci dei topi resistenti) diventavano resistenti a loro volta (linea blu, uguale alla linea rossa).

Per di più, questi topi non avevano il sistema immunitario, che, stando alle nostre conoscenze attuali, è l’unica arma a nostra disposizione contro i virus!
Visto che rotavirus entra nel corpo dal nostro intestino, I ricercatori hanno ipotizzato che ci fosse lo zampino del microbiota. Infatti, se topi normali venivano messi in contatto con le feci di topi resistenti a rotavirus in modo da passare il microbiota dai topi resistenti ai topi normali, questi ultimi diventavano a loro volta resistenti.

Nell’imagine vediamo una foto degli intestini di topi (in verde le cellule più esterne dell’intestino, in blu, tutte le cellule) che hanno ricevuto un trapianto fecale e che sono stati successivamente infettati con Rotavirus (in rosso). Topi non infettati (naïve) non hanno nessuna traccia di rosso. Topi che invece delle feci protettive hanno ricevuto una soluzione salina (PBS) diventano infettati (vediamo le macchie rosse, segno della presenza di Rotavirus). Topi che hanno ricevuto feci di topi normali si ammalano lo stesso (FT JAX, vediamo ancora macchie rosse). Invece I topi che hanno ricevuto le feci dei topi resistenti (FT-GSU) diventano a loro volta resistenti.

Il microbiota dei topi resistenti è stato analizzato ed è venuto fuori che, rispetto al microbiota dei topi normali, c’erano tantissimi batteri segmentati filamentosi, o SFB (segmented filamentous bacteria). 

Foto dell’interno dell’intestino di topi fatte con un microscopio elettronico. In (i) vediamo l’intestino di topi normali, non resistenti a Rotavirus. In (ii) vediamo l’intestino dei topi resistenti che è pieno di tubicini. Questi “tubicini” sono I nostri batteri segmentati filamentosi (SFB).

Gli Scienziatimatti hanno visto che bastava iniettare gli SFB per rendere i topi immuni a rotavirus, anche se usare le feci “intere” dava sempre risultati migliori, segno che probabilmente nel microbiota ci sono altri agenti antivirali. 

Per giunta, gli SFB sembrano essere capaci di combattere anche altri virus come per esempio il virus dell’influenza!

Gli SFB possono anche causare la produzione di sostanze pro-infiammatorie, quindi bisognerà studiare attentamente come usare questi batteri senza scatenare infiammazioni intestinali, ma questo studio ci indica una nuova strada per combattere i virus utilizzando semplicemente i nostri amici batteri simbionti!

dai diamanti non nasce niente, dal letame nascono i fior.

Fabrizio De André

Qui il link alla ricerca originale: https://doi.org/10.1016/j.cell.2019.09.028

Ops, l’articolo è a pagamento! Ricordiamo ai nostri lettori di non usare sci-hub per accedere all’articolo! Molto meglio pagare di nuovo per leggere un lavoro che è stato portato avanti grazie anche ai soldi delle nostre tasse 😉

Mitosi

Le cellule ci insegnano l’economia circolare

Il riuso dei beni sta finalmente prendendo piede nelle nostre città. Conosciamo numerose app anti-spreco (per esempio Too Good To Go, per il cibo) e le usiamo per ridurre il nostro impatto ambientale.

Ma stiamo davvero facendo qualcosa di nuovo? Da più di un miliardo di anni, le nostre cellule usano un processo antispreco chiamato autofagia: organelli e proteine difettose vengono raccolte da ispettori specializzati, LC3B e GABARAP, che le portano ai lisosomi per smontarle e riutilizzarne i pezzi.

Questo sistema super-efficiente ci permette di sopravvivere anche in mancanza di risorse: se il cibo scarseggia, gli organelli malandati vengono smontati grazie all’autofagia ed usati come nutrimento.

L’autofagia può essere attivata anche solo in regioni specifiche della cellula in modo da controllare precisi eventi cellulari. Per esempio, la mito-fagia (autofagia dei mitocondri) ricicla i mitocondri danneggiati controllando così la respirazione cellulare. Ogni “tipo” di autofagia è regolato da meccanismi ancora sconosciuti. Studiare tali meccanismi potrebbe servire per curare le malattie causate da difetti nell’autofagia, come per esempio i tumori.

Gli Scienziatimatti di oggi hanno osservato che il processo di divisione cellulare, la mitosi, era più lento nelle cellule in cui l’autofagia era difettosa.

Sinistra = cellula normale che si sta dividendo (siSCR). Destra = cellula in cui l’autofagia è difettosa (la proteina ULK1 è stata eliminata con la tecnica RNA interference, siULK1) che non riesce a dividersi in così poco tempo. In verde il DNA (H2B) ed in rosso i microtubuli (Tubulina) – (riadattata da: Holdgaard. et al 2019).

Una cellula che si divide deve copiare il DNA e compattarlo nei cromosomi per distribuirlo in parti uguali alle due cellule figlie. Dei filamenti detti microtubuli si dispongono a creare dei binari che condurranno i cromosomi ai due estremi della cellula in divisione. I microtubuli nascono da un organello, il centrosoma, il quale nella mitosi si spezza in due. I due frammenti si allontanano portandosi dietro ognuno un’estremità diversa dei microtubuli, formando una struttura bellissima da vedere chiamata fuso mitotico.


In rosso il Fuso Mitotico (tubulina), in verde i frammenti di centrosoma (gamma-tubulina), ed in blu in DNA (DAPI). Nella prima riga vediamo cellule normali (siSCR), nella seconda (siULK1) e nella terza (siATG7) cellule in cui l’autofagia non funziona perché le proteine ULK1 o ATG7 sono state eliminate e quindi ci sono tanti frammenti di centrosoma. Le barre bianche corrispondono a 10 µm (riadattata da: Holdgaard. et al 2019).

Nelle cellule in cui l’autofagia era difettosa, gli Scienziatimatti osservavano spesso tre o più pezzetti di centrosoma, come se l’organello si fosse rotto in più punti (vedi figura sopra, immagini verdi).

Questo difetto è molto grave perché la cellula ha solo due copie dei cromosomi e se i microtubuli tirano in più direzioni, il DNA si distribuirà in maniera sbagliata nelle due cellule figlie, cosa frequente nei tumori.

Per capire cosa stava succedendo, i ricercatori hanno fatto una lista di tutte le proteine che vengono prese dagli ispettori LC3B e GABARAP ed hanno scoperto che i GABARAP raccoglievano le proteine dei satelliti centriolari, una struttura che avvolge i centrosomi e collabora con loro.

Si trattava forse di un nuovo meccanismo di autofagia? Come verificare questa possibilità?

1.       Bloccare l’autofagia eliminando due proteine necessarie per questo processo. Se i satelliti centriolari sono digeriti dall’autofagia, adesso dovrebbero accumularsi.. ed è proprio quello che vediamo qui:

Nelle immagini di microscopio a sinistra: in verde i satelliti centriolari (PCM1), ed in blu in DNA (DAPI). Nella prima colonna vediamo cellule normali (siSCR), nella seconda (siULK1) e terza (siATG7) cellule in cui l’autofagia non funziona e dove si accumula quindi PCM1. La riga bianca corrisponde a 10 µm.
Le immagini a destra sono un Western Blot: le cellule vengono spaccate e le proteine al loro interno vengono analizzate con degli anticorpi. Le bande nere che vediamo corrispondono alla proteina scritta a destra. Più la banda è scura, più proteina c’è. Prima di essere spaccate, le cellule sono state trattate con Bafilomicina (Baf), un farmaco che blocca l’autofagia. Così, le proteine che normalmente vengono mangiate dall’autofagia si accumulano. LC3B è conosciuta per essere mangiata dall’autofagia ed è quindi un controllo positivo. Vinculin non è toccata dall’autofagia e non varia nell’esperimento. Le proteine dei satelliti centrosomali si accumulano! (Da Holdgaard. et al 2019).

2.       Togliere alla cellula il nutrimento in modo da obbligarla a fare più autofagia. Ora i satelliti centriolari dovrebbero diminuire.. ed ancora una volta i dati confermano l’ipotesi! Per di più, bloccando l’autofagia con un farmaco si può evitare la diminuzione dei satelliti centriolari!

Di nuovo un Western Blot: Le bande nere che vediamo corrispondono alla proteina scritta a destra. Più la banda è scura, più proteina c’è. Prima di essere spaccate, alle cellule è stato tolto il nutrimento (EBSS) per aumentare l’autofagia. Allo stesso tempo, un altro gruppo di cellule a digiuno è stato trattato con bafilomicina per bloccare l’autofagia (EBSS+Baf). p62 è conosciuta per essere mangiata dall’autofagia ed è quindi un controllo positivo (come LC3B nell’imagine precedente). Vinculin non è toccata dall’autofagia e non varia nell’esperimento. I centrosomi satellitari si comportano come le proteine mangiate dall’autofagia (da Holdgaard. et al 2019).

Grazie agli Scienziatimatti di oggi, adesso conosciamo un nuovo tipo di autofagia, la dorifagia (dal greco doryforos, satellite), necessaria perché la divisione cellulare vada a buon fine e quindi fondamentale per il nostro sviluppo e la nostra vita.


Qui il link alla ricerca originale: https://www.nature.com/articles/s41467-019-12094-9

Neuroni

Malattie neurodegenerative: vi shPIEZO in due!

Uno degli organi più complessi del nostro corpo è senza dubbio il cervello. È un supercomputer senza eguali, in grado di immagazzinare quantità enormi di dati e richiamarli a piacimento. Memorizza qualsiasi genere di informazioni, dalle immagini alle emozioni, anche se non sappiamo come fa. Insomma, è un capolavoro tecnico-informatico! 

Purtroppo con l’età il rischio di malattie neurodegenerative aumenta e la memoria peggiora sempre di più. Per di più sappiamo che in genere i danni al cervello sono permanenti. Infatti, mentre quasi tutti gli altri organi possono auto-ripararsi producendo cellule nuove in risposta ad un danno, nel cervello questa capacità è praticamente assente.

Capire come mai le cellule nervose hanno bloccato la loro capacità di riprodursi in risposta ai danni potrebbe essere un’arma contro le malattie neurodegenerative.

Gli Scienziatimatti di oggi hanno perciò deciso di studiare un tipo quasi sconosciuto di cellule del cervello, le cellule progenitori degli oligodendrocitici, o più semplicemente, le OPC (dall’inglese “oligodendrocyte progenitor cells”), che, sembra, possono dividersi anche nei cervelli adulti.

Ed in effetti le OPC nel cervello di ratti giovani si riproducevano (proliferavano). Le stesse cellule però non si dividevano più una volta che i ratti invecchiavano. 

Sbalorditivamente, se le OPC venivano prese dal cervello di un ratto anziano e trapiantate dentro il cervello di un ratto giovane, allora ricominciavano a proliferare!

Queste sono foto di pezzetti di cervello di ratto fatte 14 giorni dopo il trapianto di cellule. Per riconoscerle, le cellule trapiantate sono marcate in verde (grazie alla proteina GFP). In rosso c’è OLIG2, una proteina che esiste solo sulle OPC. Infine, EdU (in grigio, indicato da freccette blu per facilitarci l’osservazione) ci dice quali cellule si stanno dividendo. A sinistra abbiamo le OPC di ratti giovani (nOPC – Neonatal OPC) trapiantate in altri cervelli giovani (nCNS) ed a destra ci sono cellule di ratti anziani (aOPC) trapiantate in cervelli giovani (nCNS). Le cellule in proliferazione (colorate con EdU) sono state contate ed il risultato è il grafico che vediamo nell’immagine. Dopo il trapianto in cervelli giovani, le cellule giovani e le cellule anziane proliferano in ugual misura. La barra bianca è lunga 50 µm (da Segel et al. 2019).

Quindi ci deve essere qualcosa nel ratto anziano che impedisce alle OPC di riprodursi. 

Una differenza tra cervelli giovani e cervelli anziani è la consistenza dell’organo: più si invecchia e più il cervello si irrigidisce. Che la rigidità sia la causa della mancata proliferazione?

Le OPC estratte da un cervello anziano sono state messe su una superficie soffice e… Bingo! Le OPC anziane ricominciavano a comportarsi come le OPC giovani. Viceversa, se le OPC giovani venivano messe su una superficie rigida, queste invecchiavano di colpo e smettevano di proliferare.

I ricercatori hanno estratto OPC da cervelli anziani (aOPC, riga in alto) o da cervelli giovani (nOPC, riga in basso), poi le hanno messe su una superficie rigida (stiff, a sinistra) o su una superficie soffice (soft, a destra). Sox10, una proteina che hanno soltanto le OPC è stata colorata in rosso. Tra le OPC, quelle che si stanno dividendo sono colorate in verde (EdU). Vediamo che sia le OPC anziane che quelle giovani si dividono di più quando sono su superfici morbide (nella colonna di destra ci sono più cellule verdi).  La linea bianca stavolta indica 40 µm (da Segel et al. 2019).

Tutto questo è affascinante, ma si può far tornare soffice un cervello anziano? Purtroppo una volta che un organo è diventato rigido è molto difficile tornare indietro. 

Se vogliamo intervenire sulle OPC allora dobbiamo capire più di preciso cosa succede alle cellule quando il cervello si indurisce. 

A sinistra vediamo PIEZO1 (celeste) chiuso che non lascia passare lo ione Calcio ( Ca²+) dentro la cellula. A destra invece PIEZO1 è aperto e lo ione calcio entra nella cellula attraversando i fosfolipidi della membrana plasmatica.

I nostri scienziati si sono così imbattuti in PIEZO1, una proteina che si attiva su superfici rigide. PIEZO1 è un canale transmembrana, ovvero una proteina che attraversa la membrana plasmatica da un lato all’altro e che quando si attiva si apre e fa entrare nella cellula un segnale molto usato dai neuroni, lo ione Ca²+ (Calcio), bloccando così la proliferazione. I ricercatori hanno visto che man mano che le OPC invecchiavano, PIEZO1 aumentava e, come se non bastasse, restava aperto più a lungo nei cervelli anziani per via dell’ambiente più rigido.

Eliminando PIEZO1 dalle OPC di ratti anziani con mirabolanti tecniche di ingegneria genetica, le OPC dentro i cervelli anziani ricominciavano a dividersi in risposta ad un danno neurodegenerativo!

Grazie ad un virus modificato geneticamente (Adeno Associated Virus, AAV), gli Scienziatimatti hanno tolto PIEZO1 dalle OPC (AAV Piezo1 KD, dal nome della tecnica “KnockDown”). Come controllo sono stati usati dei virus modificati geneticamente, ma inefficaci nei confronti di PIEZO1 (AAV NT).
I ricercatori hanno poi generato un danno nel cervello di ratti anziani che ha causato la perdita della mielina (come succede nella sclerosi multipla) e, come possiamo vedere dalle immagini, i topi anziani da cui è stato eliminato PIEZO1 sono stati in grado di riparare parzialmente il danno producendo nuova mielina (in rosso) nella zona danneggiata (indicata da una linea bianca). La scala di riferimento indica 100 µm (da Segel et al. 2019).

A volte la scienza vera è addirittura più incredibile di quella che vediamo nei film! Grazie agli Scienziatimatti di oggi, siamo un passo più vicini alla cura delle malattie neurodegenerative!


Qui il link alla ricerca originale: https://doi.org/10.1038/s41586-019-1484-9

Ops, l’articolo è a pagamento! Ricordiamo ai nostri lettori di non usare sci-hub per accedere all’articolo! Molto meglio pagare di nuovo per leggere un lavoro che è stato portato avanti grazie anche ai soldi delle nostre tasse 😉

La cooperazione, vero motore dell’evoluzione

Il lichene, l’antenato di Indiana Jones, pioniere dell’esplorazione dei continenti

Correva l’anno 480 milioni Avanti Cristo. Tutte le forme di vita erano nei mari che erano ormai troppo affollati. Certo, c’erano un sacco di terre emerse che aspettavano solo di essere colonizzate, ma nessuno aveva la tecnologia necessaria per compiere questo passo. Finalmente un fungo ed un’alga presero l’iniziativa: mettendo in comune ognuno i propri talenti, sarebbero usciti dall’acqua. L’unione alga-fungo ebbe così tanto successo che i due organismi si fusero in un solo nuovo organismo esploratore, il lichene.

Accordi mutualmente vantaggiosi come quello tra l’alga ed il fungo sono talmente importanti da essersi guadagnati un nome nella biologia: simbiosi

Sappiamo che l’evoluzione procede per selezione naturale tramite la sopravvivenza del più adatto, il ché implica la necessità di competere e di combattere. In realtà c’è un’altra forza che promuove l’evoluzione della vita ed è la cooperazione, l’unione di due “culture” diverse. 

Lynn Margulis

la vita non ha conquistato la terra combattendo, ma cooperando

Lynn Margulis (speriamo un giorno di poter parlare di lei in maniera più approfondita) ha proposto la teoria endosimbiontica secondo cui le cellule che compongono i nostri corpi si sono evolute dalla fusione di più microorganismi. Gli organelli nelle nostre cellule erano in origine organismi a sé stanti che sono stati endocitati (abbiamo parlato qui dell’endocitosi) per essere protetti dall’ambiente esterno ed in cambio hanno offerto le loro competenze alla cellula più grande che li ha mangiati. Per esempio i mitocondri, le centrali elettriche della cellula, erano in origine batteri capaci di usare l’ossigeno per produrre energia, un enorme vantaggio 2 miliardi di anni fa quando l’atmosfera terrestre ha cominciato ad arricchirsi di questo gas. A riprova di questa teoria, nei mitocondri c’è ancora del DNA diverso da quello contenuto nel nucleo della cellula e che sembra provenire da antichi batteri.

Insomma, la simbiosi, sebbene meno famosa, è importante almeno quanto la selezione naturale per capire l’evoluzione della vita e gli Scienziatimatti di oggi hanno scoperto qualcosa proprio su questo motore evolutivo

Osservando l’alga Nannochloropsis oceanica ed il fungo Mortierella elongata, due organismi capaci individualmente di produrre olio (o più propriamente, acidi grassi poli-insaturi, importanti per ricavare biodiesel, per esempio), hanno visto che se l’alga ed il fungo venivano fatti crescere insieme nella stessa provetta, questi miglioravano nella produzione di olio. Che si trattasse proprio di simbiosi?

Effettivamente i funghi davano azoto alle alghe, le quali in cambio rifornivano di carbonio i loro partner. E quando i vantaggi in una relazione sono reciproci non ci sono dubbi: siamo di fronte ad una simbiosi!

La simbiosi può aiutare a sopravvivere in condizioni avverse, così gli scienziatimatti hanno lasciato N. oceanica e Mortierella insieme in una provetta con pochissimo nutrimento, condizione in cui gli organismi da soli sarebbero morti. Dopo più di un mese di stenti, le alghe si riproducevano felici ed i funghi aumentavano di peso grazie alla coabitazione. 

Il fungo Mortierella elongata (chiamato AG77) e l’alga N. oceanica (chiamata Noc) sono stati fatti crescere da soli o insieme in una provetta con poco nutrimento. (A) Dal grafico vediamo che il fungo ha preso più peso quando coabitava dell’alga. Gli asterischi indicano che la differenza tra le due linee è riproducibile e solida. (B) I ricercatori hanno usato un colorante fluorescente verde (SYTOX) per marcare le alghe morte. Ogni punto verde corrisponde ad un’alga morta e vediamo che ci sono molti più punti verdi quando l’alga è da sola. Il marcatore fluorescente rosso (Cloroplasti) è un indicatore dello stato di salute delle alghe (più ce n’è, meglio è). Infine, con la luce trasmessa (cioè una luce bianca che attraversa la provetta), possiamo vedere le alghe da sole o con le ife del fungo. (Du et al. 2019)

Varie immagini dell’alga all’interno delle ife del fungo osservate al microscopio. L’alga è verde perché contiene clorofilla. (Du et al. 2019)

Ma la vera sorpresa è arrivata una volta al microscopio: le alghe crescevano all’interno dei funghi! È la prima volta che si osserva in laboratorio una simbiosi di questo tipo!

N. oceanica e M. elongata restano per ora due organismi indipendenti, ma chissà che questo non sia il primo passo verso la nascita di un nuovo microorganismo endosimbiontico!


Qui il link alla ricerca originale: https://elifesciences.org/articles/47815

Corsa ad ostacoli contro i tumori

Pronti, partenza, via! 

Gli scienziatimatti di oggi hanno dato il via ad una corsa ad ostacoli dove le concorrenti sono cellule di tumori del seno o della pelle.

Il percorso è stato sapientemente costruito dalle mani dei ricercatori con l’intento di mimare quello che succede nel corpo umano quando una cellula si stacca dal tumore per andare a formare una metastasi. La cellula pioniera si troverà in un ambiente nuovo, lo spazio interstiziale, pieno di liane (fibre di collagene) e cunicoli contorti in cui bisogna fare le acrobazie per riuscire a muoversi. Per fortuna, nella maggior parte dei casi, la cellula resterà impantanata in questa giungla e morirà. Ma sappiamo purtroppo che le metastasi esistono, ed anzi spesso sono più pericolose dei tumori primari.

L’idea dei ricercatori è stata perciò di selezionare le cellule vincitrici della corsa ad ostacoli, quelle che nel corpo avrebbero formato delle metastasi, per capire cosa le rendeva più atletiche delle altre cellule tumorali.

1. Le cellule provano a passare attraverso dei passaggi molto stretti. 2. La cellula prova a tastare il passaggio per capire se può farcela ad attraversarlo e poi prova a strizzarsi (3), ma se il nucleo non passa, non c’è niente da fare e la cellula tornerà indietro. 4. La cellula prova a deformare il nucleo. Se il nucleo si deforma troppo, esplode e la cellula muore. Se invece il nucleo passa, allora la cellula ce l’ha fatta ed ha vinto la gara (5).
I ricercatori hanno confrontato le cellule in 1. con le cellule in 5.

Le cellule campionesse erano mediamente più piccole delle altre, cosa che spiegherebbe la loro abilità ad insinuarsi negli stretti cunicoli che erano gli ostacoli della corsa. 

Ma la dimensione della cellula non è troppo importante dal momento che una cellula può strizzarsi per passare attraverso pertugi microscopici. Invece il nucleo, il contenitore del DNA, non può essere schiacciato troppo e quindi le sue dimensioni sono in genere determinanti. Stranamente, i nuclei delle cellule super-atletiche erano di dimensioni simili a quelli delle altre cellule e, per di più, erano più rigidi, quindi meno deformabili!

Il citoscheletro (l’equivalente dei nostri tendini, muscoli ed ossa) delle cellule atlete era però molto diverso da quello delle altre cellule e questo rendeva le cellule campionesse molto più flessibili e soffici delle altre.

In bianco vediamo l’actina, un componente del citoscheletro delle cellule. In rosso una proteina chiamata FAK, un altro componente del citoscheletro. Vediamo che le cellule “atlete” (nella colonna di destra) hanno molte meno fibre bianche rispetto alle cellule nella colonna di sinistra.
La riga bianca indica una lunghezza di 5 µm. (figura adattata da Rudzka et al. 2019)

Per capire cosa causasse questa differenza, le cellule atlete sono state analizzate con una tecnica che è in grado di dirci quali geni sono accesi e quali spenti (RNA-seq). 

La serie di eventi scritta qui sotto viene chiamata il dogma della biologia perché in genere (in genere, non sempre!) funziona così: le cellule leggono il prezioso DNA nel nucleo, ne copiano delle parti sull’RNA, e spediscono gli RNA fuori dal nucleo dove servono da istruzioni per costruire le proteine.

DNA → RNA → Proteine

Gli Scienziatimatti si sono accorti così che una proteina risultava particolarmente attiva nelle cellule atlete. Questa proteina si chiama ERK ed è una vecchia conoscenza per gli oncologi; infatti è superattivata nella stragrande maggioranza dei tumori. 

Si è sempre pensato che ERK dicesse alle cellule di dividersi (proliferare), facendo così crescere i tumori. Gli scienziatimatti hanno scoperto che in più, ERK fa diventare più soffici le cellule, rendendole più brave a metastatizzare.

Spegnendo ERK nelle cellule atletiche il loro citoscheletro tornava normale e le cellule tornavano ad essere rigide nei movimenti e poco atletiche

Le cellule che ricevono la medicina in grado di spegnere il segnale di ERK tornano ad avere le fibre di actina dappertutto e la proteina FAK ai lati come le cellule non selezionate che abbiamo visto nell’immagine precedente (Rudzka et al. 2019)

Purtroppo i tumori si adattano in fretta alle terapie contro ERK ed acquisiscono delle resistenze che li rendono immuni a queste medicine. Quindi sarà necessario studiare nuovi metodi per spegnere questo segnale, ma da oggi lo si potrà fare con una certezza in più: che le nuove terapie potranno essere efficaci anche nel combattere le metastasi.



Qui il link alla ricerca originale: https://jcs.biologists.org/content/132/11/jcs224071

Di gatti e di epigenetica

Oggi condividiamo anche noi la foto di un tenero gattino, non tanto per seguire l’ultima moda social, quanto perché questo non è un gatto qualunque; questo è un gatto, o meglio, una gatta calico, e ne sa un sacco sull’epigenetica!

È infatti grazie all’epigenetica se possiamo essere sicuri al 99.9997% (il 100% in biologia non esiste! Diffidiamo delle certezze assolute!) di stare guardando un gatto femmina. Vediamo perché…

Sappiamo che è il DNA ad essere ereditato di generazione in generazione, ma in realtà non si eredita solo il DNA. Ci sono altre istruzioni che passano dai genitori ai figli, una sorta di codice nel codice che spiega alle cellule quali parti di DNA leggere. Come se in un testo ci fossero alcune parti scritte in rosso ed alcuni avessero ricevuto istruzioni di leggere solo quelle. Questo codice nel codice è l’epigenetica.

Uno dei casi più eclatanti di epigenetica riguarda i cromosomi sessuali.

Breve ripasso di genetica: in genere le femmine hanno due cromosomi X (femmina=XX), mentre i maschi hanno una sola X ed un cromosoma più piccolo, una X senza una gamba, ovvero una Y (maschio=XY).

I gatti hanno le istruzioni per fare il pelo arancione o nero sul cromosoma X (il colore bianco è controllato diversamente). Un gatto maschio ha una sola X e quindi non può avere la pelliccia nera ed arancione allo stesso tempo. La nostra gatta calico è invece femmina ed ha perciò due X. In questo caso particolare, una X ha l’informazione “pelo nero” e l’altra “pelo arancione”.

Nessuna cellula però sopravviverebbe con due cromosomi X, troppo DNA da gestire! Le cellule XX decidono allora di spegnere uno dei due cromosomi X ed ogni cellula ne inattiva uno a caso (inattivazione del cromosoma X), generando così una pelliccia a macchie nere ed arancioni.

Le cellule sanno quale cromosoma X inattivare grazie all’epigenetica, ma come facciano a spegnere un cromosoma resta un mistero.

Gli intrepidi ScienziatiMatti di oggi hanno deciso di affrontare la questione studiando embrioni di topo dove si sa che il cromosoma X ereditato dal padre si inattiva già quando l’embrione è composto da sole due cellule. Più tardi nello sviluppo, i cromosomi X paterni si riaccendono e, subito dopo, uno dei due cromosomi X (stavolta scelto a caso) si spegne di nuovo.

Nelle foto più grandi vediamo degli embrioni di topo. Le macchie blu più o meno circolari sono i nuclei delle cellule. La foto a sinistra è un embrione femmina e vediamo che in ogni nucleo c’è un puntino rosso che corrisponde alla proteina EED legata al cromosoma X inattivo. L’embrione a destra è maschile, XY, quindi il cromosoma X non si inattiva e infatti non vediamo puntini rossi da nessuna parte.
Nelle foto piccole vediamo un ingrandimento su un solo nucleo dove in più alla proteina EED, i ricercatori hanno messo in evidenza due altri marcatori già conosciuti che si associano al cromosoma X spento. Le linee bianche nelle immagini grandi sono di 20 μm. (Harris et al. 2019)

I ricercatori hanno scoperto EED, la proteina chiave per spegnere il cromosoma X paterno. Gli embrioni di due cellule non sono ancora in grado di autoprodursi EED, che quindi viene donata pronta dalla mamma. Senza EED materna, l’embrione non spegne nessun cromosoma X. Ma troppo DNA fa male, quindi si correrà ai ripari appena gli embrioni cominceranno a prodursi la loro EED.

I ricercatori hanno tolto dall’embrione le istruzioni per costruire la proteina EED (l’embrione ora è EED-/-). Quando è composto solo da 2 cellule però, l’embrione ha sempre EED (in rosso) donato dalle cellule della madre. Solo quando l’embrione crescerà e le sue cellule si saranno divise fino a diventare 16, allora EED della madre non ci sarà più. (Harris et al. 2019)

L’inattivazione avverrà però più avanti nello sviluppo, causando problemi soprattutto agli embrioni maschili. L’inattivazione del cromosoma X quindi non ha conseguenze solo sulle cellule femminili, ma in qualche modo tocca anche le cellule maschili XY.

Grazie agli ScienziatiMatti di oggi ne sappiamo di più sul funzionamento di questo strano meccanismo che è l’epigenetica.

C’è ancora molta strada per decifrare completamente questo codice nel codice, ma i nostri linguisti del DNA sono al lavoro!


Qui il link alla ricerca originale: https://elifesciences.org/articles/44258

Chi ha decifrato la descrizione di epigenetica? 🙂